Korean Society for Biotechnology and Bioengineering Journal Korean Society for Biotechnology and Bioengineering Journal

pISSN 1225-7117 eISSN 2288-8268

Article

Home All Articles View

Review Paper

Korean Society for Biotechnology and Bioengineering Journal 2023; 38(2): 90-99

Published online June 30, 2023 https://doi.org/10.7841/ksbbj.2023.38.2.90

Copyright © Korean Society for Biotechnology and Bioengineering.

3D 프린팅 미세 유체 장치를 이용한 생명공학 관련 연구 동향

Trends in 3D Printed Microfluidic Devices for Biotechnology Research

Geonho Cho1, Sun Min Kim1,2*, and Tae-Joon Jeon1,3*

1Department of Biological Sciences and Bioengineering, Inha University, Incheon 22212, Korea
2Department of Mechanical Engineering, Inha University, Incheon 22212, Korea
3Biological Engineering, Inha University, Incheon 22212, Korea

Correspondence to:Tel: +82-32-860-7328 Fax: +82-32-860-7328
E-mail: sunmk@inha.ac.kr
Tel: +82-32-860-7511 Fax: +82-32-872-4046
E-mail: tjjeon@inha.ac.kr

Received: June 1, 2023; Revised: June 20, 2023; Accepted: June 21, 2023

Microfluidic devices have become indispensable tools in the field of bioengineering, enabling precise manipulation and analysis of fluids at the microscale. Recently, the advent of 3D printing technology has revolutionized the fabrication process of microfluidic devices, offering unprecedented design flexibility and ease of customization. In this paper, we present a comprehensive review of the application of 3D printed microfluidic devices in bioengineering. We discuss the advantages of 3D printing techniques in terms of rapid prototyping, high-resolution fabrication, and integration of complex geometries, and highlight the diverse range of applications, including cell culture, drug screening, tissue engineering, and organ-on-a-chip systems. Overall, 3D printed microfluidic devices have tremendous potential to advance bioengineering research and pave the way for personalized medicine and improved healthcare outcomes.

Keywords: 3D printing, microfluidic device, microfluidics, FDM, stereolithography

미세 유체 장치는 일반적으로 마이크로 크기의 채널들로 구성되어 플랫폼의 구성 요소를 소형화한 장치이다 [1]. 이로 인해 미세 유체 장치는 내부적으로 펨토리터 (femtoliter)부터 마이크로리터(microliter)까지의 적은 양의 유체를 사용할 수 있어 매우 적은 양의 시료만으로도 사용할 수 있다는 이점이 있다 [2]. 내부의 부피가 작으므로 상대적인 표면적이 증가하여 물질 간의 반응 속도가 빠르며, 정밀한 제어와 높은 처리량을 달성할 수 있기에 약물 스크리닝 (drug screening) 및 세포로 구성된 2D, 3D 조직을 구성하는 등 다양한 생물의학 분야에서 활용되고 있다 [3,4]. 최근 FDA는 FDA Modernization Act 2.0의 일환으로 미세 유체 칩 및 미니어처 조직 모델과 같은 대체 임상 실험 방법을 승인하였다 [5]. 이러한 장점들과 시류가 얽혀 다양한 종류의 인간 세포와 미세 유체학을 사용하여 혈류와 장기 기능을 모방하여 동물 모델보다 더 정확하게 인체 생리학을 재현하는 장기 칩 (organ-on-a-chip)의 개발과 활용이 증가하고 있으며 [6], 미세 유체 장치를 이용한 화학 물질 검출 [7,8], 세포 분리 및 농축 [9-13] 등의 분야에서도 꾸준한 연구가 이루어지고 있다. 그러나 기존의 미세유체 장치는 전통적으로 photolithography를 통한 PDMS(polydimethylsiloxane)-glass로 제작되며, 미세 유체 장치의 제작은 일반적으로 복잡하고, 시간이 오래 걸리며 고가의 장비와 청정실 시설이 요구되며, 다중 층으로 제작하기 위해서는 더 많은 시간과 노력을 필요하다는 문제점이 있다 [14].

현재 3D 프린팅 기술이 빠르게 성장하고 있으며, 높은 수준의 해상도와 복잡한 내부 구성요소를 갖는 미세 유체 장치를 상대적으로 적은 초기 비용으로 제작할 수 있게 되었다. 이를 통해 빠르고 경제적인 방식으로 반복적인 설계와 수정으로 미세 유체 장치의 프로토타이핑 (prototyping)이 가능하게 되었다. 또한 전통적으로 사용되는 PDMS-glass 미세 유체 장치의 제작에는 다양한 장비와 시설 기반이 필요함에 비해 3D 프린팅 기술을 이용하면 상대적으로 적은 공간을 차지하면서도 높은 품질의 미세 유체 장치를 제작할 수 있다는 이점이 있다[15]. 3D 프린터의 접근성과 경제성이 지속적으로 개선됨에 따라 미세 유체의 3D 프린팅 분야는 과학 연구, 산업 응용 분야 및 의료 분야에 큰 영향을 미치고 있으며 현재 이들의 연구는 점진적으로 증가하는 추세를 보여 (Fig. 1), 미세 유체 장치의 새로운 시대를 열 것으로 기대된다.

Figure 1. Publications of articles related to ‘3D printing’ and 'microfluidics' by year (data from Scopus[16]).

현재까지 알려진 3D 프린팅의 방법은 상당히 다양하지만, 미세 유체 장치로 많이 연구되어 온 필라멘트 (filament) 기반의 프린터와 광조형 기술, 그리고 일부 폴리머 (polymer) 기반으로 제작되는 미세 유체 장치에 대해서 논의하고자 한다. 본 총론에서는 프린팅 방식에 따른 미세 유체 장치의 제작가능성에 직결된 정밀도와 해상력, 적용 사례 및 생체 적합재료의 해결되어야 할 과제와 앞으로의 활용 전망에 대해 논의하고자 한다.

최근 3D 프린팅 기술의 발전으로 미세 유체 장치 분야에서 상당한 진전이 이루어지고 있다. 이러한 장치들은 미세 유체 채널로 구성되어 다양한 기능을 갖추고 있어 주로 생명과학, 신약 개발, 분석 및 실험, 진단 분야에서 사용되고 있다 [17-19]. 기존의 미세 유체 장치 제조 방법은 주로 광학 패턴화(optical lithography patterning), 에칭 (Etching), 본딩 (Bonding) 등의 포토리소그래피(photolithography) 방식을 사용해 왔으나, 이러한 공정은 큰 비용과 시간이 소요되는 문제가 있다[15]. 칩 제작의 통상적인 과정인 포토리소그래피와 소프트 리소그래피(soft lithography)를 위해서는 전 과정에 약 10시간이 소모되지만 [20], 3D 프린팅을 이용한다면 약 10분 내외의 출력 시간을 포함하여 전 과정을 1시간 이내로 마칠 수 있다는 장점이 있다 [21-23]. 이에 따라 3D 프린팅 기술의 도입은 미세 유체 장치 제조에서의 비용과 시간을 절감할 수 있게 만들어 주었다. 미세 유체 장치의 제조에는 다양한 종류의 3D 프린팅 기술이 사용될 수 있으며 (Fig. 2), 효율적이고 경제적인 제조를 위해 주로 다음과 같은 3D 프린팅 기술들이 활용된다 (Table 1).

Table 1 Characteristics of the types of printers primarily used in the fabrication of microfluidic devices

3D Printer TypeResolution (suitable for microfluidics)Printing SpeedAvailable MaterialsCostReference
FDMLowFastThermoplasticsLow[25,26]
DLPHighFastPhotopolymer resinsHigh[27,28]
SLAHighModeratePhotopolymer resinsHigh[29-31]
LCDHighModerate to FastPhotopolymer resinsModerate[32,33]
2PPUltra-highSlowPhotopolymer resinsUltra-high[34,35]


Figure 2. The different types of 3D printing technologies available for microfluidic devices. (A) Fused deposition modeling (FDM), (B) Material jetting (M-Jet), (C) Stereolithography Apparatus (SLA), (D) Two-photon polymerization (2PP), (E, F) Digital light processing (DLP) [24] © 2017 WILEY-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA, Weinheim

2.1. Fused Deposition Modeling (FDM)

Fused filament fabrication (FFF)이라고도 불리는 FDM 기반의 3D 프린팅은 출력 속도가 비교적 빠르고 복잡한 형상을 제작할 수 있으며, 비용 효율적인 장점이 있다. 생의학적 응용으로는 약물 전달체 [36-38], 수술용 가이드 [39,40] 등의 가이드와 대형 지지체로 적용되고 있다. 타 3D 프린팅 방식에 비해 장비 및 일반적인 필라멘트 (PLA, ABS, PETG 등)의 가격이 저렴하며 일반적으로 출력 후 후가공, 후처리가 필요하지 않다는 장점이 있다. 하지만 필라멘트가 나갈 수 있는 노즐 (nozzle) 크기의 한계로 반복적으로 제작이 가능한 미세유체 채널은 최소 250-300 μm의 너비를 갖기에 [41] 세포의 분리와 같은 더 작은 채널 치수가 필요한 분야에서는 적합하지 않을 수 있다. 다만 하나의 채널로는 노즐을 움직이는 핫엔드(hot-end)의 정밀한 조정을 통해 100 μm 이하의 채널도 제작할 수 있음이 보고되었다 [21].

또한 일반적으로 투명하다고 알려진 PETG를 포함하여 투명하게 만들어진 필라멘트라 하더라도 노즐을 통해 출력되므로 고유의 적층 무늬와 출력 선 사이의 빈 공간이 필연적으로 생기게 되어 투명하며 누출이 생기지 않는 출력물을 기대하기는 어렵다 [42]. 이로 인해 현미경이나 형광 등을 사용하는 분석 방법에서의 사용이 제한될 수 있다. 하지만 고온, 저속, 과압출을 통해 빈 공간을 메꾸거나 [21] 후가공을 통하여[43,44] 투명한 미세 유체 칩을 제작할 수는 있지만, 여전히 미세 유체 채널을 제작하는 것에는 한계가 존재한다. 일반적으로는 적층 시에 빈 공간이 없도록 하는 것이 투명한 출력물을 제작하기에 좋은 방법이지만, 적층 가공을 적절히 한다면 굉장히 좁은 빈 공간을 이용하여 전기 삼투 흐름을 이용하여 유체의 흐름을 만들 수도 있다 [45].

출력물의 최소 해상도는 노즐 직경에 비례하고, 시중에 판매되는 일반적인 노즐의 경우 최소 직경은 0.1 mm로 판매되고 있다. 하지만 노즐 자체의 열복사 효과에 의해 바라지 않는 곳까지 열전달이 되어 출력물이 녹아버리거나, 잦은 노즐 막힘으로 인해 최소로 사용하는 직경은 일반적으로는 0.2 mm의 노즐이 사용되며, 주변부 열전달을 막기 위해 stainless steel tip과 같은 특수한 노즐도 사용되고 있다[21]. 이처럼 상대적으로 해상도가 낮기에 필연적으로 표면이 거칠어지게 되며, 이를 해결하기 위해 증착 등의 후가공 방법이 연구되고 있다 [44].

2.2. Digital Light Processing (DLP)

DLP는 프로젝터 광원을 사용하여 액체상의 광경화성 수지에 조형하고자 하는 형태로 빛을 조사하여 한 층씩 경화시키는 방법이다. 빠른 출력 속도로 인해 많이 사용되고 있는 출력 방식 중의 하나이다. 주로 치과 산업에서 치과용 모델, 임플란트 등으로 사용되며 [46,47], 보철물 등의 의료기기로도 사용되고 있다 [48]. 같은 광경화성 수지를 사용하는 SLA에 비해 한 층씩 경화시키므로 일반적으로 출력 시간이 더 빠르다는 장점이 있지만, 동일한 단점으로 액상 수지를 사용하므로 출력물 표면에 잔여 수지가 인체 독성이 있는 경우가 많기에 [49] 아이소프로필 알코올 (isopropyl alcohol)을 사용하여 세척이 필요하며 추가적인 UV 조사를 통해 기계적 특성 및 생체 적합성을 증가시키는 후경화 [50]와 같은 후처리가 필요하다. 다만 물리적 특성이 바뀌게 되어 후처리 시에 수축으로 인한 왜곡이 발생하는 단점이 있다 [51]. DLP는 광경화를 위해 프로젝터를 통해 광원이 나가며, 렌즈와 거울로 인해 왜곡이 발생하기에 중심에서 벗어날수록 출력 정밀도는 낮아지는 픽셀 왜곡의 문제가 있다 [52]. 프로젝터에서 나오는 빛의 최소 단위는 1픽셀이며, 일반적으로 프로젝터의 해상도, 렌즈, 거울 및 베드와의 거리에 따라 XY 해상도는 달라지지만 11-119 μm 정도가 일반적이며 [53], 이 거리를 유기적으로 조절이 가능하다는 장점이 있다. 광량 및 층 두께의 변화를 줌으로 최소 해상도보다 작은 크기의 채널을 제작할 수 있음도 보고되어 적절한 조작으로 최소 픽셀 해상도보다 더 작은 채널을 만들 수 있음을 보였다 [54].

2.3. Stereolithography Apparatus (SLA)

SLA는 레이저를 사용하여 액체상의 광경화성 수지를 레이저의 빛에너지를 통해 광경화 시켜 고체의 물체를 생성하는 방법으로 출력 후 후처리가 필요하다 [55,56]. 레이저가 지나가는 길에 따라 광경화성 수지가 굳게 되는 방식으로 최소해상력이 대체적으로 빔 (bead)의 두께에 비례한다[57]. 레이저 빔의 두께는 레이저, 렌즈, 거울의 사양에 따라 다르지만, 일반적으로 최소 XY 해상도는 50 μm로 출력이 진행된다. 다만 마이크로 SLA 시스템을 통해 XY 해상도가 5 μm, Z 해상도가 10 μm의 고해상도의 출력이 가능할 수 있다 [58]. 하지만 높은 해상력 및 FDM과 같은 선 (line)출력 방식으로 인해 출력 시간은 상대적으로 길어지게 되는 단점이 존재한다[52]. DLP, LCD (Liquid crystal display)와 같은 면 출력 방식을 사용하는 stereolithography는 20 mW/cm2 미만의 에너지로 경화시키지만 [59], 150 mW 이상의 높은 에너지의 레이저 빔 [60,61]을 조사하여 집중된 에너지를 광경화성 수지에공급하기 때문에 광경화 반응을 촉진하는 데 효과적이며, 같은 파장(wavelength)의 빛에서 광경화성 수지의 선택 폭이 다른 출력 방식 (DLP, LCD)에 비해 넓다. 하지만 레이저 빔을 사용하므로 프린터 자체와 사용되는 레진의 비용이 상대적으로 높다는 단점이 존재한다.

2.4. Liquid Crystal Display (LCD)

LCD 3D 프린팅은 일반적으로 405 nm의 LED와 이 빛이 고르게 퍼지도록 구성된 렌즈 그리고 LCD 패널을 마스크로 사용하여 한층씩 경화시키는 방법 [62]이며, LCD 역시 액상 수지를 사용하므로 후처리가 필요하다. 하지만 DLP의 프로젝터에 비해 구성요소인 LED와 LCD는 상대적으로 저렴하다는 장점이 있다 [52]. LCD 패널의 해상력에 따라 최소 XY 해상도는 달라질 수 있으나, 일반적으로 DLP와 유사한 수준인 약 35-100 μm 정도로 알려져 있다. 또한, LCD 패널은 대형 사이즈로 제조되기 때문에 출력 영역이 더욱 넓을 수 있으며, 평행한 빛으로 경화를 시키므로 DLP와는 다르게 외곽 쪽의 왜곡이 없어 대량의 미세 유체 칩을 제작하는 데 유용하다[63]. 그러나, 낮은 LED 출력의 한계 때문에 DLP나 SLA 방식에 비해 광경화성 레진의 선택폭이 제한적이며, 경화 시간이 더 오래 걸리기 때문에 출력 속도는 DLP에 비해 상대적으로 느릴 수밖에 없다 [64]. 이는 LCD 3D 프린팅의 주요 단점 중 하나이다. 또한, LCD 패널은 조명 방식으로 작동하므로 조명의 일관성과 밝기 분포에 따라 프린트 품질이 영향을 받을 수 있다. 특히, 경화 과정 중 LCD 패널의 조명이 부족하거나 균일하지 않을 때 표면의 균일한 경화가 어려울 수 있지만, 패널의 조명을 조절하는 그레이 스케일 (grayscale)을 이용하여 더욱 정밀한 미세 구조물을 제작할 수 있다는 장점이 있다 [65].

2.5. Two-photon Polymerization (2PP, TPP)

2PP는 자외선 혹은 근적외선 파장의 빛을 사용하여 고분자의 중합을 유도하는 출력 방식으로, 두 개의 광자 흡수를 활용한다 [66]. 이 방식은 펄스 지속 시간을 정밀하게 조절하여 근적외선 영역의 빛을 사용하더라도 100 nm 미만의 분해능을 가질 수 있음이 보고되었다 [67,68]. 따라서, 2PP는 모든 3D 출력 방식 중에서 가장 높은 해상도를 가지고 있어 가장 정밀하고 작은 채널을 갖는 미세 유체 칩을 제작할 수 있는 장점을 가지고 있다. 그러나 2PP 방식은 해상력이 너무 높아서 출력이 상대적으로 느린 단점이 있다. 높은 해상도를 유지하기 위해서는 더욱 세밀한 조작이 필요하며, 이에 따라 작업 시간이 길어지게 되며 작업 영역의 크기도 제한적일 수 있다 [69,70]. 그 이유로는 2PP 시스템은 작은 공간에서 빛을 집중시켜 사용하기 때문에 큰 크기의 물체를 한 번에 출력하기는 어렵기 때문이다. 또한, 2PP 방식은 비용이 많이 드는 출력 방식 중 하나이다. 고해상도를 유지하기 위해서는 고성능 레이저 및 광학 시스템, 정교한 제어 시스템 등이 필요하므로 초기 투자 비용이 상대적으로 높을 수 있다 [71]. 따라서, 2PP 기술을 사용하는 경우 비용 측면에서 신중한 판단과 계획이 필요하다.

2.6. Powder Based System

Selective laser sintering (SLS) 및 Multi jet fusion (MJF)과 같은 프린터는, 폴리머 분말을 소결시켜 폴리머의 응집과 결합을 통해 단단한 형태의 구조물을 제작하는 프린팅 방식이다. 이러한 방식은 고체 폴리머 분말을 사용하며, 출력물의 표면은 폴리머 파우더의 크기가 상대적으로 크고 완전히 균일하지 않기 때문에 거칠어질 수 있다. SLS는 생체 응용 분야에서 주로 사용되며 주로 고분자 및 세라믹 재료로 제작되는 조직 공학 스캐폴드 (scaffold) [72,73], 마이크로니들 및 마이크로캡슐과 같은 약물 전달체 [74-77], 턱과 얼굴의 보철 임플란트 등으로 사용되고 있다 [78-80]. MJF에서는 이를 통해 제작된 지지체에서 세포 배양이 가능하다는 것이 확인되었다 [81]. FDM, SLA와 같은 방식에서는 중력에 의해 공중에서의 출력이 불가능하여 이를 지지해주는 서포트가 필요하지만, 폴리머를 사용하는 프린터에서는 고체의 폴리머 분말이 서포트의 역할을 하므로 서포트가 필요 없다는 장점이 있지만, 채널을 출력할 때 내부에 소결되지 않은 폴리머를 제거하기 어렵기에 제거가 가능한 지지체와 함께 출력하지 않는 이상 [82] 미세 유체 칩 자체를 생산하는 데에는 많이 사용되고 있지 않다. 그러나 이러한 방식은 미세 유체 칩의 금형 제작이나 sacrificial templating으로 사용될 때는 유용하게 활용될 수 있다. 금형 제작은 미세 유체 칩을 대량으로 생산하는 데 사용되며 [83], sacrificial templating은 임시로 사용되는 템플릿으로서 사용 [84]되는 경우가 있다.

3D 프린팅 기술은 낮은 해상력과 높은 비용, 낮은 접근성과 같은 한계를 가지고 있었지만, 최근 3D 프린팅 기술이 빠르게 발전하여 적은 비용으로도 높은 해상력을 갖는 프린팅이 가능해졌다. 이로써 전통적인 PDMS-glass로 제작된 미세 유체 장치의 대안으로 진단, 백신, 약물 스크리닝 등으로 활용되고 있다 (Fig. 3).

Figure 3. Applications of 3D printing devices in biotechnology (A) AST testing by bacterial type with antibiotic gradient[85], Copyright © 2020, Sweet, E., Yang, B., Chen, J. et al. (B) Nucleic acid analysis of urine samples[86], Copyright © 2016, ROYAL SOCIETY OF CHEMISTRY (C) Analysis and quantification of ampicillin in urine[87], Copyright © 2019, American Chemical Society (D) Isolation of circulating tumor cells (CTCs) from whole blood[88], Copyright © 2019, ROYAL SOCIETY OF CHEMISTRY (E) Formation of nanoliposomes using flow focusing junctions[89], Copyright © 2019 WILEY-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA, Weinheim (F) Cell adhesion and proliferation in microfluidic devices[90], Copyright © 2020, ROYAL SOCIETY OF CHEMISTRY

3.1. Diagnostics

다양한 진단 분야에서 3D 프린팅된 미세 유체 칩이 활용되고 있다. 패혈증을 유발하는 세균 또는 진균에 감염이 되었을 경우 이의 성장을 멈추게 하기 위해 효과적인 항균제와 그 농도를 선택하여 처방하는 항균제 감수성 검사 (AST)에서, 3D 프린팅으로 출력된 장치를 gradient generator로 사용하여 농도에 따른 AST를 신속하게 검사할 수 있음을 보였고, 이는 미세 유체 장치를 이용하여 항균제별 효과를 효율적으로 평가하고 환자에게 적절한 항생제를 처방하는 데 도움을 줄 수 있다 [82,85]. 또한 유전자 변이를 감지하여 질병의 진단 및 예후를 판단하는 데 도움이 되는 중요한 소변 샘플에서의 핵산 분석에도 사용되었으며 [86], 환경 오염 물질이나 암세포의 존재를 신속하게 감지하기 위해 사용되는 과산화수소 센싱 [91], 항암 치료의 효과를 평가하고 환자의 반응을 모니터링하는 데 중요한 역할을 하는 체액 내 암피실린의 정량화 [87], 종양의 조기 진단과 치료 반응 모니터링에 사용되는 순환 종양 세포 (CTC)와 혈구의 분리 [88,92], 미세 유체 채널에서의 반응을 높이기 위한 방법 [93] 등 모니터링에 유용한 기술로 활용된다. 미세 유체 칩의 장점인 고정밀한 구조와 다양한 기능을 제공할 수 있어 진단 및 치료에 도움을 줄 수 있다. 시료량을 적게 사용할 수 있다는 장점과 이에 따른 빠른 분석 속도로 진단 결과를 신속하게 얻을 수 있다는 장점도 존재한다. 이에 따라 3D 프린팅 된 미세 유체 장치는 적용하기 쉽기에 환자 맞춤형 치료에 크게 기여할 수 있을것으로 기대된다.

3.2. Nanomedicine

3D 프린팅된 미세 유체 칩은 백신, 약물 전달, 암 치료 등 다양한 응용 분야에서 활용되고 있다. 특히, liposome의 제작에서도 3D 프린팅 출력물의 높은 해상력을 이용하여 균일한 크기의 약물을 제조할 수 있다. Liposome은 약물 전달 시스템으로서 넓은 응용 범위를 갖고 있으며, 3D 프린팅을 통해 정확하고 일관된 크기의 liposome을 제작할 수 있다는 장점이 있다 [89,94]. 이는 약물의 효과적인 투여와 생체 내 종양 미세환경으로 유도하는 데 도움이 된다. 또한, 3D 프린팅된 미세 유체 칩을 사용하여 liposome의 제작뿐만 아니라 다양한 약물 전달 시스템 및 생체 물질의 표적 전달을 위한 효과적인 도구로 사용되는 polymeric nanoparticle 제조 장치 [95]를 제작할 수 있다. 3D 프린팅 기술을 통해 정밀하게 제작된 미세 유체 칩은 다양한 형태와 크기의 liposome, polymeric nanoparticle을 제조할 수 있어, 특정 약물의 효율적인 전달 및 암 조직 등의 정확한 표적 치료를 가능하게 한다. 이처럼 3D 프린팅된 미세 유체 칩은 약물 전달 및 암 치료 분야에서의 혁신적인 도구로 인정받고 있으며, 정밀하고 일관된 약물제조와 표적 전달을 가능하게 한다.

3.3. Biotechnology Applications

미세 유체 칩은 세포 배양이나 약물 스크리닝과 같은 다양한 생물학적 응용 분야에서 매우 유용한 장치로 활용될 수 있다. 칩 내에는 필요에 의한 공간이 구성되어 있어 세포 배양이나 약물 검사 등에 이용될 수 있다. 약물 스크리닝을 위해 세포 배양 및 분화를 위한 미세 유체 칩이 제작되었고 [90,96,97], 약물의 용해 및 방출을 미세 유체 칩 내에서 측정할 수 있었으며 [98], 약물의 세포 독성 평가 [99]가 가능함을 보였다. Baffled flask를 3D 프린팅하여 호기성 미생물 배양 시의 효율을 높일 수 있다는 보고가 있어 배양 장치로도 사용할 수 있음을 보였기에 [100] 미생물의 배양을 위한 장치로도 사용이 가능할 것으로 보인다. 또한 출력 장치의 적절한 처리 혹은 후가공을 통해 빛이 투과되기에 충분할 투명성을 얻을 수 있기에 적절한 처리 이후 광학적 공정 (Optical manipulation)을 사용해 세포를 잡아 둘 수 있어 다양한 실험을 가능하게 할 가능성을 보였고 [101], soft lithography를 위한 미세 유체칩의 금형으로도 사용될 수 있다 [33,102,103]. 이처럼 미세유체 칩은 생물학적 응용 분야에서 다양한 기능을 제공하며, 세포 배양, 약물 스크리닝, 미생물 배양, 광학 조작 등의 분야에서 사용될 수 있다. 이러한 칩의 사용은 실험의 효율성과 정확성을 높여주며, 더 적은 양의 시료를 사용해 의료 폐기물의 양을 줄일 수 있는 친환경적인 방법으로, 더욱 효과적인 생명공학 연구 및 응용을 가능하게 만들어 줄 수 있다.

미세 유체 칩의 3D 프린팅은 진단, 조직 공학, 샘플 준비, 세포 처리, 나노 의약품 제조 등 다양한 생명 공학 응용 분야에서 상당한 잠재력을 보여주고 있다. 3D 프린팅 기술을 통해 미세 유체 장치를 제작하면 포토리소그래피 방법과 비교하여 신속한 프로토타이핑, 비용 효율성, 고정밀의 복잡한 구조 제작 등의 장점을 얻을 수 있다. 또한 PDMS와는 다르게 다양한 종류의 수지를 사용할 수 있으며 이들을 이용해 투명성, 가시광선 영역에서의 비형광성 및 생체 적합성과 같은 특성을 갖는 미세 유체 칩 제작이 가능하다 [104]. 이러한 장점들은 유체 흐름, 세포 조작 및 화학 반응에 대해 높은 정밀도로 제어가 가능하므로 진단 분야에서 유용하게 사용될 수 있으며, 세포 배양 및 약물 스크리닝부터 조직 공학 및 장기칩 (organ-on-a-chip)을 포함한 랩온어칩 (Lab-on-a-chip) 시스템에 이르기까지 다양하게 응용될 수 있도록 도와준다. 하지만 여전히 해결해야 할 문제로, 정밀한 치수를 요구하는 미세 유체 칩에서 출력 후 수축에 의한 왜곡으로 채널의 크기가 변하거나, 적층식 공정에서는 불가피한 적층 부위의 낮은 접착력에 기인한 내구성, 저렴하면서도 세포 독성이 없는 광경화성 수지가 요구되는 등의 재료적인 문제가 아직 남아있다. 그러나 새로운 재료와 기술의 지속적인 개발로 인해 미세 유체 장치의 응용 범위가 확대될 것으로 기대되고 있다. 현재 연구자들의 미세 유체 칩의 성능과 내구성을 향상시키기 위해 더욱 정밀한 3D 프린팅 기술을 개발하고, 적절한 수지 재료를 발견하고 활용하려는 노력이 계속되고 있으므로 미세 유체 장치의 성능과 응용 가능성이 생명공학 연구의 발전에 큰 역할을 할 것으로 기대된다.

  1. Stone, H. A., A. D. Stroock, and A. Ajdari (2004) Engineering Flows in Small Devices: Microfluidics Toward a Lab-on-a-Chip. Annu Rev Fluid Mech. 36: 381-411.
    CrossRef
  2. Leman, M., F. Abouakil, A. D. Griffiths, and P. Tabeling (2015) Droplet-based microfluidics at the femtolitre scale. Lab Chip. 15: 753-765.
    Pubmed CrossRef
  3. Cui, P., and S. Wang (2019) Application of microfluidic chip technology in pharmaceutical analysis: A review. J Pharm Anal. 9: 238-247.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  4. Kim, S. H., K. B. Yeo, M. K. Park, J. S. Park, M. R. Ki, and S. P. Pack (2015) Status and Prospect of 3D Bio-Printing Technology. KSBB J. 30: 268-274.
    CrossRef
  5. Han, J. J. (2023) FDA Modernization Act 2.0 allows for alternatives to animal testing. Artif Organs. 47: 449-450.
    Pubmed CrossRef
  6. Zhang, B., A. Korolj, B. F. L. Lai, and M. Radisic (2018) Advances in organ-on-a-chip engineering. Nat Rev Mater. 3: 257-278.
    CrossRef
  7. Weng, X., and S. Neethirajan (2017) Ensuring food safety: Quality monitoring using microfluidics. Trends Food Sci Technol. 65: 10-22.
    CrossRef
  8. Chandrasekaran, A., and M. Packirisamy (2010) Integrated microfluidic biophotonic chip for laser induced fluorescence detection. Biomed Microdevices. 12: 923-933.
    Pubmed CrossRef
  9. Zhang, X., Z. Zhu, N. Xiang, F. Long, and Z. Ni (2018) Automated Microfluidic Instrument for Label-Free and High-Throughput Cell Separation. Anal Chem. 90: 4212-4220.
    Pubmed CrossRef
  10. Ye, T., H. Li, and K. Y. Lam (2011) Numerical Design of Microfluidic− Microelectric Hybrid Chip for the Separation of Biological Cells. Langmuir. 27: 3188-3197.
    Pubmed CrossRef
  11. Lien, K.-Y., Y.-H. Chuang, L. -Y. Hung, K. -F. Hsu, W. -W. Lai, C.-L. Ho, C. -Y. Chou, and G.-B. Lee (2010) Rapid isolation and detection of cancer cells by utilizing integrated microfluidic systems. Lab Chip. 10: 2875.
    Pubmed CrossRef
  12. Li, P., Y. Gao, and D. Pappas (2011) Negative Enrichment of Target Cells by Microfluidic Affinity Chromatography. Anal Chem. 83: 7863-7869.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  13. Tsukamoto, M., S. Taira, S. Yamamura, Y. Morita, N. Nagatani, Y. Takamura and E. Tamiya (2009) Cell separation by an aqueous two-phase system in a microfluidic device. Analyst. 134: 1994-1998.
    Pubmed CrossRef
  14. Wang, Y., S. Chen, H. Sun, W. Li, C. Huand, and K. Ren (2018) Recent progresses in microfabricating perfluorinated polymers (Teflons) and the associated new applications in microfluidics. Microphysiol Syst. 1: 1.
    CrossRef
  15. Zuchowicz, N. C., J. A. Belgodere, Y. Liu, I. Semmes, W. T. Monroe and T. R. Tiersch (2022) Low-Cost Resin 3-D Printing for Rapid Prototyping of Microdevices: Opportunities for Supporting Aquatic Germplasm Repositories. Fishes. 7: 49.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  16. Scopus. “TITLE-ABS-KEY (‘3d printing’ ‘microfluidics’ ) AND (LIMIT-TO (DOCTYPE, ‘ar’))”. https://www.scopus.com/. accessed 30 May 2023.
  17. Khalid, N., I. Kobayashi, and M. Nakajima (2017) Recent lab-onchip developments for novel drug discovery. Wiley Interdiscip Rev Syst Biol Med. 9.
    Pubmed CrossRef
  18. Chiu, D. T., A. J. deMello, D. Di Carlo, P. S. Doyle, C. Hansen, R. M. Maceiczyk and R. C. R. Wootton (2017) Small but Perfectly Formed? Successes, Challenges, and Opportunities for Microfluidics in the Chemical and Biological Sciences. Chem. 2: 201-223.
    CrossRef
  19. Kochhar, J. S., S. Y. Chan, P. S. Ong, W. G. Lee, and L. Kang (2013) Microfluidic devices for drug discovery and analysis, in Microfluidic Devices for Biomedical Applications, Elsevier, pp. 231-280.
    CrossRef
  20. Liu, Z., W. Xu, Z. Hou, and Z. Wu (2016) A Rapid Prototyping Technique for Microfluidics with High Robustness and Flexibility. Micromachines (Basel). 7: 201.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  21. Quero, R. F., G. Domingos da Silveira, J. A. Fracassi da Silva and D. P. Jesus de (2021) Understanding and improving FDM 3D printing to fabricate high-resolution and optically transparent microfluidic devices. Lab Chip. 21: 3715-3729.
    Pubmed CrossRef
  22. Shallan, A. I., P. Smejkal, M. Corban, R. M. Guijt, and M. C. Breadmore (2014) Cost-Effective Three-Dimensional Printing of Visibly Transparent Microchips within Minutes. Anal Chem. 86: 3124-3130.
    Pubmed CrossRef
  23. van der Linden, P. J. E. M., A. M. Popov, and D. Pontoni (2020) Accurate and rapid 3D printing of microfluidic devices using wavelength selection on a DLP printer. Lab Chip. 20: 4128-4140.
    Pubmed CrossRef
  24. Hwang, H. H., W. Zhu, G. Victorine, N. Lawrence, and S. Chen (2018) 3D-Printing of Functional Biomedical Microdevices via Light- and Extrusion-Based Approaches. Small Methods. 2: 1700277.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  25. Rahim, T., N. A. T., A. M. Abdullah, and H. Md Akil (2019) Recent Developments in Fused Deposition Modeling-Based 3D Printing of Polymers and Their Composites. Polym Rev. 59: 589-624.
    CrossRef
  26. Ahn, S., M. Montero, D. Odell, S. Roundy, and P. K. Wright (2002) Anisotropic material properties of fused deposition modeling ABS. Rapid Prototyp J. 8: 248-257.
    CrossRef
  27. Goodarzi Hosseinabadi, H., D. Nieto, A. Yousefinejad, H. Fattel, L. Ionovand, A. K. Miri (2023) Ink material selection and optical design considerations in DLP 3D printing. Appl Mater Today. 30: 101721.
    CrossRef
  28. Geng, J. (2011) DLP-based structured light 3D imaging technologies and applications. 79320B.
    CrossRef
  29. Curti, C., D. J. Kirbyand, and C. A. Russell (2021) Stereolithography Apparatus Evolution: Enhancing Throughput and Efficiency of Pharmaceutical Formulation Development. Pharmaceutics. 13: 616.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  30. Schmidleithner, C., and D. M. Kalaskar (2018) Stereolithography, 3D Printing, InTech, London, UK.
    CrossRef
  31. Băilă, D. I., and S. Tonoiu (2022) Properties of photo-curable polyurethane resins used in SLA manufacturing. IOP Conf Ser Mater Sci Eng. 1268: 012006.
    CrossRef
  32. Xu, Y., P. Huang, S. To, L. Zhu, and Z. Zhu (2022) Low-Cost Volumetric 3D Printing of High-Precision Miniature Lenses in Seconds. Adv Opt Mater. 10: 2200488.
    CrossRef
  33. Mohamed, M., H. Kumar, Z. Wang, N. Martin, B. Mills, and K. Kim (2019) Rapid and Inexpensive Fabrication of Multi-Depth Microfluidic Device using High-Resolution LCD Stereolithographic 3D Printin. J. Manuf. Mater. Process. 3: 26.
    CrossRef
  34. Zhou, X., Y. Hou, and J. Lin (2015) A review on the processing accuracy of two-photon polymerization. AIP Adv. 5: 030701.
    CrossRef
  35. Harinarayana, V., and Y. C. Shin (2021) Two-photon lithography for three-dimensional fabrication in micro/nanoscale regime: A comprehensive review. Opt Laser Technol. 142: 107180.
    CrossRef
  36. Giri, B., E. Song, J. Kwon, J. -H. Lee, J. -B. Park, and D. Kim, (2020) Fabrication of Intragastric Floating, Controlled Release 3D Printed Theophylline Tablets Using Hot-Melt Extrusion and Fused Deposition Modeling. Pharmaceutics. 12: 77.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  37. Lamichhane, S., J. -B. Park, D. H. Sohn, and S. K. Lee (2019) Customized Novel Design of 3D Printed Pregabalin Tablets for Intra-Gastric Floating and Controlled Release Using Fused Deposition Modeling. Pharmaceutics. 11: 564.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  38. Reddy Dumpa, N., S. Bandari, and M. A. Repka (2020) Novel Gastroretentive Floating Pulsatile Drug Delivery System Produced via Hot-Melt Extrusion and Fused Deposition Modeling 3D Printing. Pharmaceutics. 12: 52.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  39. Pieralli, S., B. C. Spies, V. Hromadnik, R. Nicic, F. Beuer, and C. Wesemann (2020) How Accurate Is Oral Implant Installation Using Surgical Guides Printed from a Degradable and Steam-Sterilized Biopolymer? J Clin Med. 9: 2322.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  40. Rouzé l’Alzit, F., R. Cade, A. Naveau, J. Babilotte, M. Meglioli, and S. Catros (2022) Accuracy of commercial 3D printers for the fabrication of surgical guides in dental implantology. J Dent. 117: 103909.
    Pubmed CrossRef
  41. Romanov, V., R. Samuel, M. Chaharlang, A. R. Jafek, A. Frost, and B. K. Gale (2018) FDM 3D Printing of High-Pressure, Heat-Resistant, Transparent Microfluidic Devices. Anal Chem. 90: 10450-10456.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  42. Rehmani, M. A. A., S. A. Jaywant, and K. M. Arif (2020) Study of Microchannels Fabricated Using Desktop Fused Deposition Modeling Systems. Micromachines (Basel). 12: 14.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  43. Ahn, S., C. S. Lee, and W. Jeong (2004) Development of translucent FDM parts by post-processing. Rapid Prototyp J. 10: 218-224.
    CrossRef
  44. Bae, S. J., and D. J. Im (2019) Comparison of Surface Characteristics According to 3D Printing Methods and Materials for the Fabrication of Microfluidic Systems. Korean Chem. Eng. Res. 57: 706-713.
  45. Wu, L., S. Beirne, J. M. Cabot, B. Paull, G. G. Wallace, and P. C. Innis (2021) Fused filament fabrication 3D printed polylactic acid electroosmotic pumps. Lab Chip. 21: 3338-3351.
    Pubmed CrossRef
  46. Brown, G.B., G. F. Currier, O. Kadioglu, and J. P. Kierl (2018) Accuracy of 3-dimensional printed dental models reconstructed from digital intraoral impressions. Am J Orthod Dentofacial Orthop. 154: 733-739.
    Pubmed CrossRef
  47. Osman, R. B., A. J. van der Veen, D. Huiberts, D. Wismeijer, and N. Alharbi (2017) 3D-printing zirconia implants; a dream or a reality? An in-vitro study evaluating the dimensional accuracy, surface topography and mechanical properties of printed zirconia implant and discs. J Mech Behav Biomed Mater. 75: 521-528.
    Pubmed CrossRef
  48. Xu, X., S. Awwad, L. Diaz-Gomez, C. Alvarez-Lorenzo, S., Brocchini, S. Gaisford, A. Goyanes, and A. W. Basit (2021) 3D Printed Punctal Plugs for Controlled Ocular Drug Delivery. Pharmaceutics. 13: 1421.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  49. Ballentine, M., A. Kennedy, N. Melby, A. Bednar, R. Moser, L. C. Moores, E. M. Alberts, C. H. Laber, and R. A. Crouch (2023) Acute and Chronic Toxicity of Uncured Resin Feedstocks for Vat Photopolymerization 3D Printing to a Cladoceran (Ceriodaphnia Dubia). Bull Environ Contam Toxicol. 110: 56.
    Pubmed CrossRef
  50. Bayarsaikhan, E., H. Gu, N. -K., Hwangbo, J. -H. Lee, J. -S. Shim, K. -W. Lee, and J. Kim (2022) Effects of Different Postcuring Parameters on Mechanical Properties and Biocompatibility of 3d Printed Crown and Bridge Resin. SSRN Electronic Journal.
    CrossRef
  51. Wu, D., Z. Zhao, Q. Zhang, H. J. Qi, and D. Fang (2019) Mechanics of shape distortion of DLP 3D printed structures during UV post-curing. Soft Matter. 15: 6151-6159.
    Pubmed CrossRef
  52. Tsolakis, I. A., S. Gizani, N. Panayi, G. Antonopoulos, and A. I. Tsolakis (2022) Three-Dimensional Printing Technology in Orthodontics for Dental Models: A Systematic Review. Children. 9: 1106.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  53. Gong, H., M. Beauchamp, S. Perry, A. T. Woolley, and G. P. Nordin (2015) Optical approach to resin formulation for 3D printed microfluidics. RSC Adv. 5: 106621-106632.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  54. Sanchez Noriega, J. L., N. A. Chartrand, J. C. Valdoz, C. G. Cribbs, D. A. Jacobs, D. Poulson, M. S. Viglione, A. T. Woolley, P. M. Van Ry, K. A. Christensen, and G. P. Nordin (2021) Spatially and optically tailored 3D printing for highly miniaturized and integrated microfluidics. Nat Commun. 12: 5509.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  55. Cooke, M. N., J. P. Fisher, D. Dean, C. Rimnac and A. G. Mikos (2003) Use of stereolithography to manufacture critical-sized 3D biodegradable scaffolds for bone ingrowth. J Biomed Mater Res. 64B: 65-69.
    Pubmed CrossRef
  56. Lee, K. -W., S. Wang, B. C. Fox, E. L. Ritman, M. J. Yaszemski, and L. Lu (2007) Poly(propylene fumarate) Bone Tissue Engineering Scaffold Fabrication Using Stereolithography: Effects of Resin Formulations and Laser Parameters. Biomacromolecules. 8: 1077-1084.
    Pubmed CrossRef
  57. Zissi, S., A. Bertsch, J. -Y. Jézéquel, S. Corbel, D. J. Lougnot, and J. C. André (1996) Stereolithography and microtechniques. Microsyst Technol. 2: 97-102.
    CrossRef
  58. Stampfl, J., S. Baudis, C. Heller, R. Liska, A. Neumeister, R. Kling, A. Ostendorf, and M. Spitzbart (2008) Photopolymers with tunable mechanical properties processed by laser-based high-resolution stereolithography. J Micromech Microeng. 18: 125014.
    CrossRef
  59. Ahn, D., L. M. Stevens, K. Zhou, and Z. A. Page (2020) Rapid High-Resolution Visible Light 3D Printing. ACS Cent Sci. 6: 1555-1563.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  60. Weng, Z., Y., Zhou, W. Lin, T. Senthil, and L. Wu (2016) Structure-property relationship of nano enhanced stereolithography resin for desktop SLA 3D printer. Compos Part A Appl Sci Manuf. 88: 234-242.
    CrossRef
  61. Xing, H., B. Zou, S. Li, and X. Fu (2017) Study on surface quality, precision and mechanical properties of 3D printed ZrO2 ceramic components by laser scanning stereolithography. Ceram Int. 43: 16340-16347.
    CrossRef
  62. Ballacchino, G., E. Weaver, E. Mathew, R. Dorati, I. Genta, B. Conti, and D. A. Lamprou (2021) Manufacturing of 3D-Printed Microfluidic Devices for the Synthesis of Drug-Loaded Liposomal Formulations. Int J Mol Sci. 22: 8064.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  63. Tsolakis, I. A., W. Papaioannou, E. Papadopoulou, M. Dalampira, and A. I. Tsolakis (2022) Comparison in Terms of Accuracy between DLP and LCD Printing Technology for Dental Model Printing. Dent. J. (Basel). 10: 181.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  64. Chen, H., D. -H. Cheng, S. -C. Huang, and Y. -M. Lin (2021) Comparison of flexural properties and cytotoxicity of interim materials printed from mono-LCD and DLP 3D printers. J Prosthet Dent. 126: 703-708.
    Pubmed CrossRef
  65. Lee, D., M. Takashi, T. Yasuhiro, and T. Ha (2006) 3D Microfabrication of Photosensitive Resin Reinforced with Ceramic Nanoparticles Using LCD Microstereolithography. Journal of Laser Micro/Nanoengineering. 1: 142-148.
    CrossRef
  66. Nguyen, A. K., and R. J. Narayan (2017) Two-photon polymerization for biological applications. Materials Today. 20: 314-322.
    CrossRef
  67. Haske, W., V. W. Chen, J. M. Hales, W. Dong, S. Barlow, S. R. Marder, and J. W. Perry (2007) 65 nm feature sizes using visible wavelength 3-D multiphoton lithography. Opt Express. 15: 3426.
    Pubmed CrossRef
  68. Emons, M., K. Obata, T. Binhammer, A. Ovsianikov, B. N. Chichkov, and U. Morgner (2012) Two-photon polymerization technique with sub-50 nm resolution by sub-10 fs laser pulses. Opt Mater Express. 2: 942.
    CrossRef
  69. Kueenburg, B., and P. Gruber (2021) UpNano: a new horizon in high-resolution 2PP 3D-printing. Novel Patterning Technologies 2021, 12.
    CrossRef
  70. O’Halloran, S., A. Pandit, A. Heise, and A. Kellett (2023) Two-Photon Polymerization: Fundamentals, Materials, and Chemical Modification Strategies. Advanced Science. 10: 2204072.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  71. Gittard, S.D., A. Ovsianikov, B. N. Chichkov, A. Doraiswamy, and R. J. Narayan (2010) Two-photon polymerization of microneedles for transdermal drug delivery. Expert Opin Drug Deliv. 7: 513-533.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  72. Tan, K. H., C. K. Chua, K. F. Leong, C. M. Cheah, W. S. Gui, W. S. Tan, and F. E. Wiria (2005) Selective laser sintering of biocompatible polymers for applications in tissue engineering. Biomed Mater Eng. 15: 113-124.
  73. Antonov, E. N., S. M. Barinov, I. V. Vakhrushev, V. S. Komlev, V. K. Popov, A. Yu. Fedotov, and K. N. Yarygin (2015) Selective laser sintering of bioactive composite matrices for bone tissue engineering. Inorganic Materials: Applied Research. 6: 171-178.
    CrossRef
  74. Leong, K. F., C. K. Chua, W. S. Gui, and Verani (2006) Building Porous Biopolymeric Microstructures for Controlled Drug Delivery Devices Using Selective Laser Sintering. Int J Adv Manuf Technol. 31: 483-489.
    CrossRef
  75. Low, K.H., K. F. Leong, C. K. Chua, Z. H. Du, and C. M. Cheah (2001) Characterization of SLS parts for drug delivery devices. Rapid Prototyp J. 7: 262-268.
    CrossRef
  76. Leong, K. F., F. E. Wiria, C. K. Chua, and S. H. Li (2007) Characterization of a poly-epsilon-caprolactone polymeric drug delivery device built by selective laser sintering. Biomed Mater Eng. 17: 147-157.
  77. Zhang, Y., J. Zhang, R. Thakkar, A. R. Pillai, J. Wang, A. Lu, and M. Maniruzzaman (2021) Functions of Magnetic Nanoparticles in Selective Laser Sintering (SLS) 3D Printing of Pharmaceutical Dosage Forms. ChemRxiv.
    CrossRef
  78. Mangano, F., M. Bazzoli, L. Tettamanti, D. Farronato, M. Maineri, A. Macchi, and C. Mangano (2013) Custom-made, selective laser sintering (SLS) blade implants as a non-conventional solution for the prosthetic rehabilitation of extremely atrophied posterior mandible. Lasers Med Sci. 28: 1241-1247.
    Pubmed CrossRef
  79. Salmoria, G. V., M. R. Cardenuto, C. R. M. Roesler, K. M. Zepon, and L. A. Kanis (2016) PCL/Ibuprofen Implants Fabricated by Selective Laser Sintering for Orbital Repair. Procedia CIRP. 49: 188-192.
    CrossRef
  80. Salmoria, G. V., F. E. Vieira, G. B. Ghizoni, I. M. Gindri, and L. A. Kanis (2017) Additive Manufacturing of PE/Fluorouracil Waffles for Implantable Drug Delivery in Bone Cancer Treatment. Int J Eng Sci. 3: 62-70.
    CrossRef
  81. Priyadarshini, B. M., W. K. Kok, V. Dikshit, S. Feng, K. H. H. Li, and Y. Zhang (2022) 3D printing biocompatible materials with Multi Jet Fusion for bioreactor applications. Int J Bioprint. 9: 623.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  82. Heuer, C., J. -A. Preuss, M. Buttkewitz, T. Scheper, E. Segal, and J. Bahnemann (2022) A 3D-printed microfluidic gradient generator with integrated photonic silicon sensors for rapid antimicrobial susceptibility testing. Lab Chip. 22: 4950-4961.
    Pubmed CrossRef
  83. Zhang, N., J. Liu, H. N. Zhang, J. Kent, D. Diamond, and M. D. Gilchrist (2019) 3D Printing of Metallic Microstructured Mould Using Selective Laser Melting for Injection Moulding of Plastic Microfluidic Devices. Micromachines (Basel). 10: 595.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  84. Kinstlinger, I. S., A. Bastian, S. J. Paulsen, D. H. Hwang, A. H. Ta, D. R. Yalacki, T. Schmidt, and J. S. Miller, (2016) Open-Source Selective Laser Sintering (OpenSLS) of Nylon and Biocompatible Polycaprolactone. PLoS One. 11: e0147399.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  85. Sweet, E., B. Yang, J. Chen, R. Vickerman, Y. Lin, A. Long, E. Jacobs, T. Wu, C. Mercier, R. Jew, Y. Attal, S. Liu, A. Chang, and L. Lin (2020) 3D microfluidic gradient generator for combination antimicrobial susceptibility testing. Microsyst Nanoeng. 6: 92.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  86. Jue, E., N. G. Schoepp, D. Witters, and R. F. Ismagilov (2016) Evaluating 3D printing to solve the sample-to-device interface for LRS and POC diagnostics: example of an interlock meter-mix device for metering and lysing clinical urine samples. Lab Chip. 16: 1852-1860.
    Pubmed CrossRef
  87. Li, F., N. P. Macdonald, R. M. Guijt, and M. C. Breadmore (2019) Multimaterial 3D Printed Fluidic Device for Measuring Pharmaceuticals in Biological Fluids. Anal Chem. 91: 1758-1763.
    Pubmed CrossRef
  88. Chu, C.-H., R. Liu, T. Ozkaya-Ahmadov, M. Boya, B. E. Swain, J. M. Owens, E. Burentugs, M. A. Bilen, J. F. McDonald, and A. F. Sarioglu (2019) Hybrid negative enrichment of circulating tumor cells from whole blood in a 3D-printed monolithic device. Lab Chip. 19: 3427-3437.
    Pubmed CrossRef
  89. Chen, Z., J. Y. Han, L. Shumate, R. Fedak, and D. L. DeVoe (2019) High Throughput Nanoliposome Formation Using 3D Printed Microfluidic Flow Focusing Chips. Adv Mater Technol. 4: 1800511.
    CrossRef
  90. Piironen, K., M. Haapala, V. Talman, P. Järvinen, and T. Sikanen (2020) Cell adhesion and proliferation on common 3D printing materials used in stereolithography of microfluidic devices. Lab Chip. 20: 2372-2382.
    Pubmed CrossRef
  91. Bishop, G. W., J. E. Satterwhite, S. Bhakta, K. Kadimisetty, K. M. Gillette, E. Chen, and J. F. Rusling (2015) 3D-Printed Fluidic Devices for Nanoparticle Preparation and Flow-Injection Amperometry Using Integrated Prussian Blue Nanoparticle-Modified Electrodes. Anal Chem. 87: 5437-5443.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  92. Chen, J., C. -Y. Liu, X. Wang, E. Sweet, N. Liu, X. Gong, and L. Lin (2020) 3D printed microfluidic devices for circulating tumor cells (CTCs) isolation. Biosens Bioelectron. 150: 111900.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  93. Jang, H., and H. Park (2020) An Experimental Investigation of Liquid Slug - Gas Bubble Flow Characteristics in a Micromixer Manufactured by 3D Printing Technique. Transactions of the Korean Society of Mechanical Engineers - B. 44: 325-330.
    CrossRef
  94. Ballacchino, G., E. Weaver, E. Mathew, R. Dorati, I. Genta, B. Conti, and D. A. Lamprou (2021) Manufacturing of 3D-Printed Microfluidic Devices for the Synthesis of Drug-Loaded Liposomal Formulations. Int J Mol Sci. 22: 8064.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  95. Kara, A., A. Vassiliadou, B. Ongoren, W. Keeble, R. Hing, A. Lalatsa, and D. R. Serrano (2021) Engineering 3D Printed Microfluidic Chips for the Fabrication of Nanomedicines. Pharmaceutics. 13: 2134.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  96. Alessandri, K., M. Feyeux, B. Gurchenkov, C. Delgado, A. Trushko, K. -H. Krause, D. Vignjević, P. Nassoy, and A. Roux (2016) A 3D printed microfluidic device for production of functionalized hydrogel microcapsules for culture and differentiation of human Neuronal Stem Cells (hNSC). Lab Chip. 16: 1593-1604.
    Pubmed CrossRef
  97. Knowlton, S., C. H. Yu, F. Ersoy, S. Emadi, A. Khademhosseini, and S. Tasoglu (2016) 3D-printed microfluidic chips with patterned, cell-laden hydrogel constructs. Biofabrication. 8: 025019.
    Pubmed CrossRef
  98. Amoyav, B., Y., Goldstein, E. Steinberg, and O. Benny (2020) 3D Printed Microfluidic Devices for Drug Release Assays. Pharmaceutics. 13: 13.
    Pubmed KoreaMed CrossRef
  99. Riester, O., S. Laufer, and H. -P. Deigner (2022) Direct 3D printed biocompatible microfluidics: assessment of human mesenchymal stem cell differentiation and cytotoxic drug screening in a dynamic culture system. J Nanobiotechnology. 20: 540. 100.Kim, T. W., S. Jung, C. I. Lim, S. J. Park, J. Lee, B. -K. Oh, and J.-G. Na (2022) Design of Baffled Flasks with High Mass Transfer Performance and the Application in Aerobic Microbial Culture. KSBB J. 37: 107-111. 101.Wang, H., A. Enders, J. -A. Preuss, J. Bahnemann, A. Heisterkamp and M. L. Torres-Mapa (2021) 3D printed microfluidic labon-a-chip device for fiber-based dual beam optical manipulation. Sci Rep. 11: 14584. 102.Zhang, H., Y. Yao, Y. Hui, L. Zhang, N. Zhou, and F. Ju (2022) A 3D-printed microfluidic gradient concentration chip for rapid antibiotic-susceptibility testing. Biodes Manuf. 5: 210-219. 103.Kang, D., H. J. Hong, and E. S. Yeom (2018) Microfluidic Device for Ultrasound Image Analysis based on 3D Printing. Journal of the Korean Society of Visualization. 16: 15-20. 104.Fritschen, A., A. K. Bell, I. Königstein, L. Stühn, R. W. Stark, and A. Blaeser (2022) Investigation and comparison of resin materials in transparent DLP-printing for application in cell culture and organs-on-a-chip. Biomater Sci. 10: 1981-1994.
    Pubmed KoreaMed CrossRef