Korean Society for Biotechnology and Bioengineering Journal Korean Society for Biotechnology and Bioengineering Journal

pISSN 1225-7117 eISSN 2288-8268

Article

Home All Articles View

Research Paper

Korean Society for Biotechnology and Bioengineering Journal 2021; 36(3): 192-197

Published online September 30, 2021 https://doi.org/10.7841/ksbbj.2021.36.3.192

Copyright © Korean Society for Biotechnology and Bioengineering.

누룩으로부터 다양한 곰팡이의 선별과 전분 분해 활성을 이용한 동시당화발효

Screening of Various Fungal Strains from Nuruk and Simultaneous Saccharification and Fermentation by Starch Degradation Activities

Seong-hwan Yeom1,2, Deok-Ho Kwon1,2,3, Myoung-Dong Kim2,4, Bong-Hwan Chung5, and Suk-Jin Ha1,2,3,*

1Department of Biohealth-machinery convergence engineering, Kangwon National University, Chuncheon 24341, Korea, 2Institute of Fermentation and Brewing, Kangwon National University, Chuncheon 24341, Korea, 3Department of Bioengineering and Technology, Kangwon National University, Chuncheon 24341, Korea, 4Department of Food Science and Biotechnology, Kangwon National University, Chuncheon 24341, Korea, 5Hongcheon Institute of Medicinal Herb, Hongcheon 25142, Korea

Correspondence to:Department of Biohealth-machinery convergence engineering, Kangwon National University, Chuncheon 24341, Korea Tel: +82-33-250-62778, Fax: + 82-33-243-6350 E-mail: sjha@kangwon.ac.kr

Received: July 12, 2021; Revised: September 27, 2021; Accepted: September 28, 2021

Various fungi were isolated from Korean traditional Nuruk and identified as ten types of fungal strains such as L. corymbifera, L. ramose, S. racemosum, R. oryzae, R. pusillus, M. racemosus, M. circinelloide, A. luchuensis, A. flavus, and A. fumigatus. Among them, four strains (A.fumigatus, A. luchuensis, A. flavus, and R. oryzae) exhibited relatively high glucoamylase activities. When the optimum reaction temperatures were verified for glucoamylase activity, A. fumigatus, A. luchuensis, and A. flavus showed the highest glucoamylase activity at 60°C, and R. oryzae showed the highest glucoamylase activity at 50°C. When simultaneous saccharification and fermentations were performed with yeast, R. oryzae showed the fastest starch degradation rate (1.17 ± 0.10 g/L·h) and the highest ethanol production (17.17 ± 1.46 g/L) for 72 hours.

Keywords: Nuruk, fungi, starch degradation activity, simultaneous saccharification and fermentation

우리나라의 전통 누룩은 각 지방에 따라 다양한 누룩이 있으며 제조자에 따라 여러 형태의 누룩들이 제조되고 있다. 전통 누룩들은 지역마다 밀, 보리, 옥수수, 귀리, 백미, 녹두, 찹쌀, 멥쌀 등을 이용해 다양한 곡물로 만들고 [1], 사용하는 재료에 따라 밀누룩, 쌀누룩 등으로 불리며 제조자에 따라 다른 누룩이 만들어지기 때문에 차별화되어 다양한 술이 존재한다. 또한 누룩을 만들 때에는 고온 다습한 여름철 자연계에 존재하는 곰팡이, 효모, 젖산균 등 미생물의 자연 접종에 의한 자연 발효법으로 제조가 되고 있다 [2]. 그 중 곰팡이가 glucoamylase와 같은 효소를 통해 곡물을 당화시키며 glucose를 생성하고, 동시에 효모가 glucose를 이용해 에탄올로 전환하는 발효가 진행된다. 이를 동시당화발효 (SSF, simultaneous saccharification and fermentation)라고 하며 이렇게 누룩이 술을 만들 때 발효제 역할을 한다 [3]. 대표적으로 Aspergillus속과 Rhizopus 속 곰팡이가 곡물을 당화시키는 주된 역할을 하며, 효모인 Saccharomyces cerevisiae가 발효를 한다고 알려져 있다 [4,5].

누룩에는 많은 종류의 사상균, 효모, 세균이 증식하여 누룩에 mycotoxin이 생성될 가능성이 있고, 특히 곡물에서 자라는 aspergillus 속 곰팡이에서 aflatoxin이라는 독성이 강한 발암물질을 생산할 수 있다 [2,6,7]. 누룩은 이렇게 병원성 세균에 오염될 수도 있으며, 농가에서 전통방식으로 제조한 누룩은 비위생적이고 glucoamylase 활성이 부족한 역가가 낮은 제품들이 만들어지는 실정이며 품질 표준화가 되어있지 않아 당화력과 발효력이 일정하지 않은 누룩이 이미 시중에 유통되고 있는 상황이다 [8]. 이와 같은 문제점을 해결하기 위해 전통 누룩 제조의 품질 표준화 및 위생적이고 당화력과 발효력이 높은 누룩의 제조 연구를 진행하여 전통 누룩 제조의 현대화가 필요하다 [3,4,7].

본 논문에서는 누룩에서 생육하는 곰팡이 균주를 분리·선별하고 동정한 후, 각각의glucoamylase 활성을 측정하였다. glucoamylase 활성이 우수한 곰팡이 균주를 선별하여 전분을 기질로 효모와 동시당화발효를 진행하여 그 결과를 확인하였다.

2.1. 누룩으로부터 곰팡이 선별

누룩은 전국 각지에서 다양하게 13종을 수집하여 연구를 진행하였다. 누룩에 있는 곰팡이를 선별하기 위해 누룩 2 g을 20 mL의 멸균수에 충분히 현탁하였다. 누룩에는 많은 미생물이 있기 때문에 단일 곰팡이를 얻어내기 위해 현탁액을 희석하여 PDB ampicillin 한천배지 (potato starch 4 g/L, dextrose 20 g/L, ampicillin 0.01 g/L, agar 20 g/L)에 도말하였고, 모든 배양은 28oC에 진행되었다. 도말된 배지는 곰팡이의 성장 속도에 따라 1~3일 동안 배양하였고 단일 곰팡이만을 ampicillin이 포함된 PDB_amp 한천배지에 1차 계대하였다. 곰팡이가 한천배지에 충분히 자라면 PDB 한천배지에 2차 계대를 진행하여 누룩곰팡이를 선별하였다. 분리된 균주들은 실험에 사용되기 전까지 30% glycerol stock 형태로 −70oC에 보관하였다.

2.2. 선별된 미생물의 genomic DNA 추출 및 균주 동정

선별된 곰팡이는 i-genomic BYF DNA Extraction Mini Kit (한국, iNtRON Biotechnology)를 이용해 genomic DNA를 추출하여 internal transcribed spacer (ITS) region을 Premix Taq™ (일본, Takara)과 ITS1, ITS4 primer를 이용하여 증폭하였다. 증폭된 DNA는 TOPcloner™ TA core Kit (한국, enzynomics)를 이용하여 E. coli TOP10 균주에 삽입한 후, DNA-spin™ Plasmid DNA Purification Kit (한국, iNtRON Biotechnology)를 이용해 T-vector를 정제하였다. 정제된 T-vector에 삽입된 DNA의 염기서열은 new generation sequencing (NGS) 분석방법을 통하여 확인하였으며 (한국, Macrogen) 분석된 DNA의 염기서열은 national center for biotechnology information (NCBI)의 Megablast를 이용하여 분석하였다.

2.3. Glucoamylase 활성 측정

동정된 곰팡이의 glucoamylase 활성을 확인하기 위해 YPS20 (yeast extract 10 g/L, peptone 20 g/L, starch 20 g/L) 배지 50 mL에 각 곰팡이를 지름 1 cm의 원으로 5조각 접종하여 전분이 전부 소비될 때까지 30oC, 100 rpm조건으로 배양한 후, 배양액을 1,600 x g로 15분 동안 원심분리하여 상등액만을 효소 추출액으로 사용하였다. 이후 전분을 녹인 pH 5.0의 12.5 mM sodium acetate buffer 800 μL에 200 μL의 효소추출액을 넣어 55oC에서 반응시켜 glucoamylase 활성을 확인하였다. 활성이 우수한 곰팡이를 선별하여 반응온도를 달리하며 1시간 동안 반응을 진행하여 최적반응 온도를 선정하였다.

2.4. 전분을 기질로 한 동시당화발효

Glucoamylase 활성이 우수한 곰팡이를 선별하여 고온 내성 효모인 Kluyveromyces marxianus ATCC 36907과 동시당화발효를 진행하였다. 동시당화발효 실험은 250 mL flask에 YPS80 (yeast extract 10 g/L, peptone 20 g/L, starch 80 g/L) 배지 50 mL을 이용하여 진행하였다. K. marxianus ATCC 36907의 접종 농도는 OD600에서 1.0으로 맞췄으며, 곰팡이는 지름 1 cm의 원으로 5조각 접종하였다. 배양은 30oC 100 rpm 조건, 또는 40oC 100 rpm 조건에서 72 h동안 진행하였다.

2.5. 분석방법

효모의 성장은 600 nm 파장에서OD값을 UV-visible spectrophotometer (Biomate 5, Thermo, NY)를 이용하여 측정하였다. 대사물질의 분석은 high-performance liquid chromatography (HPLC 1200 Series, Agilent Technologies, Santa Clara, CA)에 Rezex ROA-Organic Acid H+(8%) column (Phenomenex Inc., Torrance, CA)을 부착하여 분석을 수행하였다. RI (refractive index) detector를 이용하여 분석하였으며 용매는 0.005 NH2SO4를 사용하여50oC 그리고 0.6 mL/min의 조건으로 분석을 진행하였다.

3.1. 각종 누룩으로부터 곰팡이 선별 및 동정결과

누룩을 멸균수로 충분히 현탁 한 후에 곰팡이만을 선별할 수 있을 농도까지 희석하여 PDA_amp 배지에 도말하고 28oC에 배양하였다. 이후 단일종 곰팡이만 얻기 위해 균사로 보이는 부분을 조각내 PDA_amp 배지에 계대하고 한 번 더 PDA에 계대하여 곰팡이를 선별하였다. 선별된 곰팡이들은 genomic DNA를 추출한 한 후에 internal transcribed spacer (ITS) region을 증폭하여 염기서열을 분석한 후 NCBI의 Megablast를 이용해 균주의 동정을 진행하였다. 동정 결과로는 13종의 누룩으로부터 총31종의 곰팡이를 분리하였고 이들의 동정 결과 총 10종의 곰팡이 (Lichtheimia corymbifera, Lichtheimia ramose, Syncephalastrum racemosum, Rhizopus oryzae, Rhizomucor pusillus, Mucor racemosus, Mucor circinelloide, Aspergillus luchuensis, Aspergillus flavus, Aspergillus fumigatus)가 확인되었다.

Lichtheimia속 곰팡이는 주로 누룩이나 메주에서 솜사탕처럼 자라며 전국적으로 높은 빈도로 분포하고, 전분 분해효소의 생성량이 낮고 당화능이 저조하여 누룩 당화에 큰 역할을 하지 않는다고 알려져 있다 [6,9]. S. racemosum은 전분을 탄소원으로 사용해 배양하면 β-amylase를 합성한다고 알려져 있으며 60oC, pH 5.0에서 가장 높은 β-amylase 활성을 가진다 [10]. Rhizopus oryzae는 대표적인 누룩곰팡이의 일종이며 전분 분해능이 탁월하여 누룩의 당화력에 많은 영향을 주는 것으로 알려져 있다 [5]. Aspergillus속 곰팡이인 A. luchuensis, A. flavus, 그리고 A. fumigatus 또한 대표적인 누룩곰팡이들이며 특히 A. luchuensis는 산 생성능력이 우수하여 발효 초기에 오염균의 번식을 조절하기 유용하며[11], A. flavus는 강력한 발암성 독소인 아플라톡신 (aflatoxin)을 생합성하는 것으로 알려져 있다 [12,13]. A. flavus의 aflatoxin 생산 유무를 확인하기 위해 aflatoxin 생합성에 관여하는 유전자인 nor1, ver1, omtA, aflR 등의 유전자를 표적으로 하여 PCR을 통해 확인한다 [6,14]. A. fumigatus는 2~3 μm 크기의 작은 포자를 만들어 폐까지 포자가 도달하게 되면 면역력이 떨어진 사람에게 병을 발생시킬 수 있다 [13,15]. A. luchuensis는 백국균 또는 흑국균으로 불리고 우리나라에서 막걸리 제조시 사용되어왔다. 또한 인체에 좋지 않은 독소도 생성하지 않고, 전분 분해력이 좋은 곰팡이로 알려져 있다 [11].

3.2. 선별된 곰팡이의 glucoamylase 활성 확인

동정된 31종의 곰팡이들의 glucoamylase 활성을 확인하기 위해 YPS20 배지에서 배양한 후 상등액을 효소 추출액으로 이용하고 전분을 기질로 하여 55oC에서 1시간 동안 반응하여 분석하였다. 반응 결과, L. corymbifera, L. ramose, S. racemosum, R. pusillus, M. racemosus, M. circinelloide는 매우 낮은 glucoamylase 활성을 나타내었으며 A. fumigatus, A. luchuensis, A. flavus, R. oryzae는 예상대로 우수한 glucoamylase 활성을 가진 것을 확인할 수 있었다 (Fig. 1.). 특히 R. oryzae 균주는 9.70 ± 0.02 g/L의 glucose를 생성하여 가장 우수한 glucoamylase 활성을 나타내었다.

Figure 1. Comparisons of the starch degradation activity of thirty one fungal strains isolated from Nuruk. L. ramose (1~6), L. corymbifera (7~14), R. pusillus (15~16), M. racemosus (17), S. racemosum (18~21), M. circinelloide (22), A. fumigatus (23), A. flavus (24~26), A. luchuensis (27~29), R. oryzae (30~31)

우수한 glucoamylase 활성을 나타내는 4종의 곰팡이들 중 각각 종류별 1종씩 선별하여 반응 온도를 30~70oC로 달리하며 glucoamylase 활성을 위한 최적 반응 온도를 확인하기 위한 실험을 수행하였다. Aspergillus 속의 A. fumigatus, A. luchuensis, A. flavus는 반응 온도가 증가함에 따라 glucoamylase 활성이 증가하여 60oC의 반응온도에서 가장 높은 활성을 나타내었다 (Fig. 2 (A), (B), (C)). 이중 A. flavus가 가장 우수한 glucoamylase 활성을 나타내어 최적 반응온도인 60oC에서 3.76 ± 0.16 g/L의 glucose 생성량을 나타내었다. R. oryzae의 경우엔 50oC의 반응온도에서 가장 우수한 glucoamylase 활성을 나타내었으며 60oC 이상의 반응온도에서는 glucoamylase 활성이 급격히 감소하는 것을 알 수 있다 (Fig. 2 (D)). 최적 반응온도인 50oC에서 8.57 ± 0.07 g/L의 glucose 생성량을 나타내어 Aspergillus 속 곰팡이의 결과에 비해 약 2배 이상 증가된 glucoamylase 활성을 나타내었으며, 이미 보고된 R. oryzae WCS-1과 유사한 당화력을 가짐을 확인하였다 [4]. 배양온도 30oC, pH 5.5에서 96시간 배양하여 glucoamylase 활성을 측정하였을 경우 A. flavus는 18.6 U/mL, A. fumigatus는 25.7 U/mL의 glucoamylase 활성이 보고 되었다 [16].

Figure 2. Optimum temperatures for glucoamylase activity from four fungal strains. A. fumigatus (A), A. luchuensis (B), A. flavus (C) and R. oryzae (D)
3.3. 곰팡이와 효모의 동시당화발효를 통한 전분으로부터 에탄올 생산

선별된 4종의 곰팡이와 고온 내성 효모인 K. marxianus ATCC 36907를 이용하여 전분을 기질로 하는 YPS80 배지에서 동시당화발효를 진행하였다. 배양온도 30oC 그리고 100 rpm의 교반조건에서 동시당화발효를 수행한 결과 A. fumigatus를 이용한 경우 전분의 소비와 에탄올의 생성이 매우 저조하여 72시간 동안 전분을 약 30.32 ± 0.51 g/L만 소모하였으며 3.38 ± 0.04 g/L의 에탄올을 생성하였다 (Fig. 3 (A)). A. fumigatus는 전분 분해활성이 너무 낮아 생성되는 glucose의 대부분이 세포의 성장에 이용되고 이로 인해 에탄올 생성은 매우 저조한 것으로 판단된다. A. luchuensis를 이용한 경우엔 전분의 소비는 다소 증진되었으나 에탄올의 생성은 오히려 더 낮아져 72시간 동안 전분을 약 49.07 ± 5.59 g/L만 소모하였으며 에탄올 생성량은 약 0.19 ± 0.26 g/L이었다 (Fig. 3 (B)). A. luchuensis를 이용한 경우엔 배양 24시간 이후에 maltose의 농도가 증가하는 것으로 보아 전분을 이당류인 maltose까지 분해하는 α-amylase 또는 β-amylase의 활성이 우수하여 약 12.36 ± 3.63 g/L maltose가 생성되었으며 이는 K. marxianus ATCC 36907가 이용하지 못하여 남아있는 것으로 판단된다. A. flavus를 이용한 경우엔 대부분의 전분을 소모하였으며 약 12.59 ± 1.56 g/L의 에탄올이 생성되었다 (Fig. 3 (C)). 흥미로운 것은 배양 24시간부터 maltose의 농도가 16.42 ± 0.39 g/L 까지 증가하다가 배양 48시간부터 급격히 감소하였으며 이때부터 에탄올이 생성되기 시작한 것으로 보아 A. flavus는 배양 초기에는 α-amylase 또는 β-amylase의 활성이 우수하였으나 배양36시간부터 glucoamylase의 활성이 증가한 것으로 판단된다. Aspergillus 속의 곰팡이에 비해 R. oryzae를 이용한 경우엔 전분의 분해 속도가 가장 빨랐으며 에탄올의 생성도 가장 빠른 배양 24시간부터 시작되었다 (Fig. 3 (D)). 또한 maltose의 생성과 동시에 에탄올이 생성되는 것을 보아 glucoamylase의 활성이 다른 균주에 비해 더 우수함을 확인할 수 있었다.

Figure 3. Simultaneous saccharification and fermentation at 30℃ by four fungal strains and K. marxianus ATCC 36907 in YP medium containing 80 g/L starch as a sole carbon source. A. fumigatus (A), A. luchuensis (B), A. flavus (C) and R. oryzae (D) Symbols: starch (●), ethanol (○), maltose (■) and glucose (□)

온도 별 glucoamylase 활성을 측정한 결과를 통해 온도가 상승할수록 glucoamylase 활성이 증가한다는 것을 확인하였으므로 고온내성의 특징을 갖는 K. marxianus ATCC 36907을 이용하여 배양온도를 40oC로 증가시켜 동시당화발효를 수행하였다. 하지만 A. luchuensis, A. flavus 그리고 R. oryzae의 경우 전분의 분해속도가 30oC의 경우에 비해 오히려 느려졌으며 (Fig. 4 (B), (C), (D)) 이는 이들 곰팡이들이 고온에서 성장이 원활하지 못하기 때문이라고 판단된다. 그에 반해 A. fumigatus는 다른 세 곰팡이에 비해 전분 소비속도가 다소 빨라졌으며 그에 따라 에탄올의 생성 또한 빨라졌는데 이는 A. fumigatus가 40oC에서 비교적 안정적이라고 판단된다 (Fig. 4 (A)).

Figure 4. Simultaneous saccharification and fermentation at 40℃ by four fungal strains and K. marxianus ATCC 36907 in YP medium containing 80 g/L starch as a sole carbon source. A. fumigatus (A), A. luchuensis (B), A. flavus (C) and R. oryzae (D) Symbols: starch (●), ethanol (○), maltose (■) and glucose (□).

전국에서 수집한 13가지의 누룩으로부터 31종의 곰팡이를 분리하고 동정하여 전분 분해 활성을 확인하고 효모와 동시당화발효를 수행하였다. 동정 결과 10종의 곰팡이 (L. corymbifera, L. ramose, S. racemosum, R. oryzae, R. pusillus, M. racemosus, M. circinelloide, A. luchuensis, A. flavus, A. fumigatus)가 확인되었다. 동정된 곰팡이들의 glucoamylase 활성을 측정한 결과 4종의 곰팡이 (A. fumigatus, A. luchuensis, A. flavus, R. oryzae)에서 우수한 glucoamylase 활성을 확인하였으며, 이들의 최적 glucoamylase 활성 온도를 측정한 결과 3종의 Aspergillus 속은 60oC의 반응온도에서 가장 높은 glucoamylase 활성을 나타내었으며 R. oryzae의 경우엔 50oC의 반응온도에서 가장 우수한 glucoamylase 활성을 나타내었다. 효모와 함께 동시당화발효를 수행한 결과 Aspergillus 속의 곰팡이에 비해 R. oryzae가 전분의 분해 속도가 가장 빨랐으며 배양 72시간에 17.17 ± 1.46 g/L의 에탄올을 생성하여 가장 우수한 동시당화발효 결과를 나타내었다.

본 연구는 2020년도 강원대학교 누룩연구소의 지원으로 수행되었음.
  1. Han, E. H., T. S. Lee, B. S. Noh, and D. S. Lee (1997) Quality characteristics in mash of takju prepared by using different nuruk during fermentation. Korean Journal of Food Science and Technology. 29: 555-562.
  2. Yu, T. S., J. Kim, H. S. Kim, J. S. Hyun, H. P. Ha, and M. G. Park (1998) Bibliographical study on microorganims of traditional Korean nuruk (Since 1945). Journal of the Korean Society of Food Science and Nutrition. 27: 789-799.
  3. Baek, C. H., S. Y. Baek, J. Y. Mun, H. S. Choi, J. E. Kang, S. T. Jung, and S. H. Yeo (2016) Quality characteristics and preparing of solid starter using fungal strains for Takju. Korean Journal of Food Preservation. 23: 797-803.
    CrossRef
  4. Jang, S. W., J. S. Kim, J. B. Park, J. H. Jung, C. S. Park, W. C. Shin, and S. J. Ha (2015) Characterization of the starch degradation activity from newly isolated Rhizopus oryzae WCS-1 and mixed cultures with Saccharomyces cerevisiae for efficient ethanol production from starch. Food science and biotechnology. 24: 1805-1810.
    CrossRef
  5. Cho, Y. H., D. H. Choi, E. H. Park, and M. D. Kim (2016) Isolation of Potent Amylolytic Fungus Rhizopus oryzae from Nuruk. Microbiology and Biotechnology Letters. 44: 376-382.
    CrossRef
  6. Kim, M. S., S. Kim, B. S. Ha, H. Y. Park, S. Y. BaeK, S. H. Yeo, and H. S. Ro (2014) Diversity, Saccharification Capacity, and Toxigenicity Analyses of Fungal Isolates in Nuruk. The Korean Society of Mycology. 42: 191-200.
    CrossRef
  7. Jang, I. T., M. G. Kang, S. H. Yi, S. I. Lim, H. R. Kim, B. H. Ahn, and J. S. Lee (2012) Physiological functionality of Nuruk, Makgeolli and Cheonggukjang made with fungi and bacteria isolated from Korean traditional fermented foods. The Korean Journal of Mycology. 40: 164-173.
    CrossRef
  8. Kim, H. S., J. S. Hyun, J. Kim, H. P. Ha, and D. S. Yoo (1998) Enzymological characteristics and identification of useful fungi isolated from traditional Korean nuruk. Microbiology and Biotechnology Letters. 26: 456-464.
  9. Yu, T. S., J. Kim, H. S. Kim, J. S. Hyun, H. P. Ha, and M. G. Park (1998) Bibliographical Study on Microorganims of Traditional Korean Nuruk(Since 1945). The Korean Society of Food Science and Nutrition. 27: 789-799.
  10. Ray, R. R., and R. Chakraverty (1998) Extracellular β-amylase from Syncephalastrum racemosum. Mycological research. 102: 1563-1567.
    CrossRef
  11. Hong, S. B., D. H. Kim, S. H. Kim, N. Bang, and S. W. Kwon (2013) Identification of Black Aspergillus Strains Isolated from Meju. The Korean Society of Mycology. 41: 132-135.
    CrossRef
  12. Klich, M. A. (2007) Aspergillus flavus: the major producer of aflatoxin. Molecular plant pathology. 8: 713-722.
    CrossRef
  13. Choi, H. W., Y. W. Lim, M. D. Kim, J. Kim, C. KIM, C. S. Kim, Y. S. Do, C. G. Back, H. Sang, and W. C. Shin (2020) One Hundred Representative Fungi in Korea and Their Korean Names. The Korean Society of Mycology. 48: 355-367.
  14. Konietzny, U., and R. Greiner (2003) The application of PCR in the detection of mycotoxigenic fungi in foods. Brazilian Journal of Microbiology. 34: 283-300.
    CrossRef
  15. Balloy, V., and M. Chignard (2009) The innate immune response to Aspergillus fumigatus. Microbes and Infection. 11: 919-927.
    CrossRef
  16. Ayodeji, A. O., and J. O. Ajele (2016) Optimization of culture parameters for production of raw starch degrading amylase from isolated soil fungal species in Akure, Nigeria. Proc Biochem. 28: 170-177.

Stats or Metrics

Share this article on :

Related articles in KSBB